domingo, 20 de septiembre de 2009

AGRADECIMIENTO

bueno, tiene tiempo que ya no escribo pero me gustaria
agradecer a las personas que nos han apoyado y a mis compañeros de mesa
ya no habra mas entradas de laboratorio ya que
estare en otro blog y trataremos el tema de hongos(MICOLOGIA)
POR SI QUIEREN CONTACTARNOS,, AHORITA NO ESTA ECHO EL BLOG AUN PERO
pero cuando este yo escribire la pagina
por si les llega a interesar, ojala la informacion que esta en mi blog
les sea de gran utilidad y saquen bien sus calificaciones o si no que aprendan
un poco sobre las escherichia coli, la brucella abortus, la salmonella
y otras mas que escribi me despido y de nuevo gracias a los que me siguen.....

jueves, 25 de junio de 2009

practicas finales/ practica numero 9 aglutinacion en sangre

PRACTICA NUMERO 9 AGLUTINACION EN SANGRE



INTRODUCCION
EN ESTA PRACTICA APRENDEREMOS A REALIZAR UNA VENOPUNCION, Y A IDENTIFICAR EL TIPO SANGUINEO DEL INDIVIDUO AL QUE LE REALIZAREMOS LA VENOPUNCION YA MENCIONADA.




OBJETIVO
ESTA PRACTICA TIENE COMO OBJETIVO QUE NOSOTROS LOS ALUMNOS APRENDAMOS A COMO REALIZAR UNA VENOPUNCION Y A REALIZAR UNA PRUEBA DE TEJIDO SANGUINEO (HB) PARA PODER CONOCER, OBSERVAR, IDENTIFICAR Y FINALMENTE APLICAR LA PRUEBA DE AGLUTINACION EN SANGRE QUE DA COMO RESULTADO EL TIPO SANGUINEO DEL INDIVIDUO.




DESARROLLO
MATERIALES:
• SANGRE FRESCA 5 ML
• TUBO DE TAPON MORADO CON ANTICOAGULANTE
• PALILLOS DE MADERA
• PLACA DE PORCELANA ESCABADA PARA TIPO SANGINEO
• ALGODÓN CON ALCOHOL
• TORUNDAS DE ALGODÓN SECAS
• MASQUEN TAPE
• TIPYFICADORES PARA TIPO SANGINEO (REACTIVO) ANTIA,ANTIB Y ANTID
• PAPEL SECANTE
• PAPEL PARA CUBRIR MESA
• MESA LABORATORIO
• PIPETA PASTEUR Y BULBO
• MICROSCOPIO
• GRADILLA



PROCEDIMIENTO
UN INTEGRANTE DEL EQUIPO LE SACO LOS 5 MIL DE SANGRE A OTRO INTEGRANTE DEL EQUIPO, YA OBTENIDA LA SANGRE DEPOSITAMOS 3ML DE SANGRE EN EL TUBO DE TAPON ROJO Y EL RESTO DE LA SANGRE (2ML) EN EL TUBO DE TAPON MORADO
DESPUES DEPOSITAMOS EL TUBO DE TAPON ROJO EN LA CENTRIFUGA A 1500 REVOLUCIONES DURANTE 5 MIN.
PUNTEAMOS CON LA PIPETA PASTEUR 3 GOTAS DE SANGRE EN LA PLACA EXCABADA Y LES PUSIMOS REACTIVOS A LAS GOTAS Y LAS MOVIMOS DE IZQUIERDA A DERECHA Y DE ARRIBA HACIA ABAJO CON LOS PALILLOS DE MADERA.
DESPUES YA OBTENIDA EL PLASMA DE LA SANGRE PIPETEAMOS 6 GOTAS DE PLASMA EN LA PLACA DE CRISTAL PARA PRUBAS SEROLOGICAS Y LES PUSIMOS REACTIVOS H, O, A, B, BRUCELLA A., PROTEUS Y DESPUES PASAMOS A OBSERVARLO EN EL MICROSCOPIO Y SE VIERON VARIOS PUNTITOS.











CONCLUCION
TENEMOS QUE PRACTICAR MAS LA VENOPUNCION YA QUE COMO FUE LA PRIMERA VEZ EL INTEGRANTE DEL EQUIPO ENCARGADO DE SACAR LA SANGRE ESTABA MUY NERVIOSO.
TAMBIEN DEBEMOS DE APRENDER A PASAR BIEN EL PLASMA A OTRO TUBO DE ENSAYE, YA QUE TUVIMOS PROBLEMAS CON ESE PASO.

practicas finales/ practica numero 8 aglutinacion en plasma

PRACTICA NUMERO 8
AGLUTINACION EN PLASMA SANGUINEO








OBJETIVO
El objetivo aquí es conocer las formas de cómo detectar la presencia de microorganismos en nuestro cuerpo, esta es una de las formas más comunes y más sofisticada, ya que utilizando los reactivos se pude detectar la presencia de ciertas bacterias y microorganismos.
También sería el conocer los reactivos que existen es decir el H el O y los demás que hay en laboratorio clínico







PRÁCTICA NUMERO 8:
AGLUTINACION EN PLASMA SANGUINEO
MATERIALES
Tubo con tapón rojo
Tubo con tapón morado con anticoagulante
Gradilla
Jeringa de 5 ml
Pipeta pasteur
Torundas de algodón con alcohol
Torniquete
Placa de cristal para pruebas serológicas
5ml de sangre
Tubo de ensaye
Palillos de madera
Paciente



Desarrollo
Primero se puso el torniquete al paciente y después se paso a realizarle la venopuncion y se le extrajeron 5 ml de sangre y se separaron en dos tubos de ensaye uno con tapón rojo y otro con tapón morado en el morado se colocaron 2ml y en el rojo el resto se centrifugo el tubo con tapon rojo para separar el paquete sanguíneo del plasma esto se realizo en la centrifuga a 1500 revoluciones por minuto durante 5 minutos, ya centrifugado se separo el plasma y se colocaron gotas de plasma en la placa de cristal y posteriormente se colocaron los reactivos H, O, A; brúcela A, y proteos, se espero a que aglutinara pero para ello se mesclo con los palillos de madera, aglutino con los reactivos H y B, se monto al microscopio y se observaron pequeños organismos















CONCLUSION
Lo que podríamos decir es que gracias a los reactivos que utilizamos sirven para detectar la presencia de bacterias en la sangre
Esto es de gran ayuda porque en una práctica de verdad o en un análisis verdadero esto sería de utilidad porque así podríamos salvar a las personas de una muerte segura.

practicas finales/ practica numero 7 observacion microscopica

MESA: 6

PRACTICA 7: Observación macroscópica en objetivo de 100x con aceite de palo (de inmersión)




Objetivo



En esta practica se vera acerca de la observación macroscópica en 100x con aceite de inmersión para poder identificar si los microorganismos son Gram positivos o Gram negativos. Y aprender a operar equipos de laboratorio.





Materiales
- Laminilla de cristal teñida
- Aceite de inmersión
- Hoja de papel (cebolla)
- Microscopio (compuesto o fotonico)
- Torundas de algodón secas y alcoholizadas
- Pape secante


Desarrollo

Empezando por acomodar el microscopio, limpiar el lente y poner el porta objeto teñido y listo con una gota de inmersión en el portaobjetos y después ponerlo en la platina, después ya haciendo esto se empieza a enfocar el microscopio para poder ver los microorganismos ya sean cocos o bacilos y ya haciendo esto y enfocando correctamente el resultado fue cocos Gram positivos y Gram negativos juntos.



1 a la laminilla se le agrega una gota de inmersión.
2 se monta la laminilla al microscopio sobre la platina y que quede bien ajustada con las pinzas de la platina
3 observamos en objetivo 100x para poder clasificar las estructuras de los microorganismos encontrados que son esferas en 1, 2, 3,4 en cadena o en 5 y 6 o agrupadas en muchas bolitas (cocos) en bastones y se les da el nombre de bacilos.








Conclusión

Bueno debemos aprender más acerca del enfoque para poder haci hacer trabajos más buenos y poder trabajar de una forma mejor y más organizada. Y también tener que leer más y seguir instrucciones para no cometer errores y que la práctica salga bien.

practicas finales/ practica numero 6 tincion de gram

C.B.T.I.S 155

Acosta Flores Iván Ulises
Águila cabrera oscar Uriel
Castillo Villarreal cesar Manuel
García segura Erik Guadalupe
Martínez miranda Roberto
Ponce Sánchez Erika
Yepiz Quezada Arturo Adrián


OPERAR EQUIPO Y MATERIALES DEL LABORATORIO


MESA: 6


PRACTICA 6: TINCION DE GRAM


2L2M


Víctor Manuel Alfaro López
OBJETIVO

Conocer la técnica de tinción de Gram., conocer el procedimiento y observar las bacterias en microscopio clasificándolas en Gram. Positivas y Gram. Negativas.

Utilizar correctamente los materiales en esta técnica de tinción.



Practica: 6 tinción de Gram.

MATERIALES

Mesa de trabajo
Frotis ya realizado
Soluciones de, cristal violeta, yodo lugol, acetona, safranina.
Microscopio
2 mecheros de bunsen
Aceite de inmersión
Asas bacteriológicas
Agua destilada
Vaso de precipitado de 50 ml
Cajas petri con medio de cultivo
Campo de esterilización
Papel secante
Torundas de algodón

INVESTIGACION DE TINCION DE GRAM:
El cristal violeta (colorante catiónico) penetra en todas las células bacterianas (tanto Gram. positivas como Graham negativas).
El lugol está formado por I2 (yodo) en equilibrio con KI (yoduro de potasio), el cual está presente para solubilizar el yodo. El I2 entra en las células y forma un complejo insoluble en solución acuosa con el cristal violeta.
La mezcla de alcohol-acetona que se agrega, sirve para realizar la decoloración, ya que en la misma es soluble el complejo I2/cristal violeta. Los organismos Gram positivos no se decoloran, mientras que los Gram negativos sí lo hacen.
Para poner de manifiesto las células Gram negativas se utiliza una coloración de contraste. Habitualmente es un colorante de color rojo, como la safranina o la fucsina. Después de la coloración de contraste las células Gram negativas son rojas, mientras que las Gram positivas permanecen azules.
La safranina puede o no utilizarse, no es crucial para la técnica. Sirve para hacer una tinción de contraste que pone de manifiesto las bacterias Gram negativas. Al término del protocolo, las Gram positivas se verán azul-violáceas y las Gram negativas, se verán rosas (si no se hizo la tinción de contraste) o rojas (si se usó, por ejemplo, safranina)
Esta importante coloración diferencial fue descubierta por Hans Christian Gram en 1884. En este método de tinción, la extensión bacteriana se cubre con solución de uno de los colorantes de violeta de metilo, que se deja actuar durante un lapso determinado. Se escurre luego el exceso de violeta de metilo y se añade luego una solución de yodo, que se deja durante el mismo tiempo que la anterior; después se lava el portaobjetos con alcohol hasta que éste no arrastre más colorante.
Sigue a tal tratamiento una coloración de contraste, como safranina, fucsina fenicada diluida, pardo Bismarck, pironin B o hasta inclusive verde de malaquita.
Algunos microorganismos retienen el colorante violeta, aún después de tratarlos con un decolorante, y el color no se modifica al añadir éste; otros pierden con facilidad el primer tinte, y toman el segundo.
Los que fijan el violeta, se califican de grampositivos, y los que pierden la primera coloración y retienen la segunda, de gramnegativos. Basándonos pues, en la reacción Gram, podemos clasificar a los microorganismos en uno de los dos grupos.


PASOS PARA LA TECNICA DE TINCION DE GRAM:

1. prepara el frotis y fijar a calor
2. colocar la preparación con la solución de cristal violeta sumergirla durante(1mn)
3. lavar con solución yodada (lugol)
4. cubrir el frotis durante con solución lugol durante (1mn)
5. escurrir y decolorar con alcohol hasta que no arrastre mas cristal violeta
6. lavar con agua corriente
7. contrastar con la solución safranina
8. lavar con agua corriente y secar al aire
9. observar con el microscopio con una gota de aceite de inmersión en objetivo (100x)



DESARROLLO:

Los materiales como las asas bacteriológicas no tienen nada que ver con la tinción de Gram., solo se volvieron a poner ala mesa por que algunos de los alumnos no pudieron completar la práctica a su tiempo y si había algún error en la tinción se tenía la oportunidad de volver hacer el frotis e intentar de nuevo la tinción.

Se llevo el portaobjetos al lavamanos, se colocaron recipientes con las soluciones de (acetona, yugol, cristal violeta, safranina), se tomo el portaobjetos y se sumergió en el recipiente donde contenía el cristal violeta durante 1mn, después se sumergió en el yodo lugol durante 1mn, se lavo con la acetona hasta que ya no escurriera mas cristal violeta, posteriormente se sumergió en la safranian durante 1mn y finalmente se lavo con agua corriente, se seco al aire libre y séle coloco una gota de inmersión para fijarlo en el microscopio con objetivo 1000x.






Desarrollo grafico



Cristal violeta durante 1mn.


Yodo lugol durante 1mn




Se vacío acetona para limpiar el cristal violeta hasta que ya no escurriera más de este.




Se vacío safranina durante 1mn

Se lavo con agua corriente para limpiarlo de la safranina y se seco al aire libre.

Séle acho una pequeña gota de aceite de palo (aceite de inmersión) para su vista en el microscopio.


Se observo através del microscopio.


Se observaron bacilos, de color rojo y por lo tanto los microorganismos son gramnegativos.













CONCLUSION

Las bacterias que se observaron salieron de color rojo y eso quiere decir que salieron gramnegativas y supimos como manejar la tinción de Gram. Aunque hubo muchos errores, pero para la otra saldrá mucho mejor.

practicas finales/ practica numero 5 frotis

C.B.T.I.S 155

Acosta Flores Iván Ulises
Águila Cabrera Oscar Uriel
Castillo Villarreal Cesar Manuel
García Segura Erik Guadalupe
Martínez Miranda Roberto
Ponce Sánchez Erika
Yepiz Quezada Arturo Adrián



Operar equipo y materiales del laboratorio


MESA: 6

Práctica numero 5: FROTIS



2l2M



Víctor Manuel Alfaro López


OBJETIVO

Conocer esta técnica, conocer los pasos que esta debe de seguir y saber manejar adecuadamente los materiales para llevar acabo esta técnica.

Saber realizar un frotis de buena manera.




PRACTICA 5 Elaboración de un frotis.
MATERIALES:
Mesa de trabajo
Portaobjetos
Cajas petri con medio de cultivo
Asa bacteriológica
2 mecheros de bunsen
Vaso de precipitado de 50 ml
Agua destilada
Papel secante de color café
Papel para campo de esterilización ´

Investigación de un frotis.

Se denomina frotis a la extensión que se realiza sobre un portaobjetos de una muestra o cultivo con objeto de separar lo más posible los microorganismos, ya que si aparecen agrupados en la preparación es muy difícil obtener una imagen clara y nítida. Este frotis debe ser posteriormente fijado al vidrio del portaobjetos para poder aplicar los métodos habituales de tinción que permiten la observación al microscopio de las bacterias sin que la muestra sea arrastrada en los sucesivos lavados. La fijación de una extensión bacteriana hace que las bacterias queden inactivadas y adheridas al vidrio alterando lo menos posible la morfología y bacteriana y las posibles agrupaciones de células que pudiera haber.
PASOS PARA REALIZAR EL FROTIS.
• Con la ayuda de un mechero, flamear un asa bacteriológica y esperar que enfríe un poco.
• Tomar el asa (previamente flameada) y con ésta tomar un poco de muestra.
• Una vez obtenida una pequeña cantidad de la muestra (con el asa), hacer que ésta tenga contacto con una lámina portaobjetos, la cual servirá para depositar la muestra contenida en el asa.
• Con el asa (conteniendo la muestra) sobre la lámina portaobjetos, proceder a realizar la extensión de la muestra en el portaobjetos mediante movimientos giratorios (dar vueltas con el asa) sobre la lámina, de tal forma que al terminar la extensión, tengamos como producto una espiral en la parte media de la lámina.
• Esperar que seque al aire libre o ayudarse con la llama de un mechero para fijar la muestra, teniendo en cuenta que el calor no debe ser directo (sólo se pasa por la llama), puesto que el calor excesivo puede cambiar la morfología celular de las bacterias a observar. El calor deseable es aquél en el que el portaobjetos sea apenas demasiado caliente para ser colocado sobre el dorso de la mano.




DESARROLLO

Se esterilizo la mesa de trabajo, posteriormente se pusieron todos los materiales en el centro de la mesa con 2 mecheros de bunsen prendidos a los lados para esterilizar el campo, se colocaron las 7 cajas petri, se utilizaron las que tenían colonias desarrolladas y con esas se trabajaron.

Se tomo el asa bacteriológica y se expuso al mechero asta estar al rojo vivo, después se tomo una pequeña gota de agua destilada y se deposito en el portaobjetos en su parte central, después se tomo una pequeña muestra del medio de cultivo con el asa bacteriológica y se plasmo en el portaobjetos y deslizándola de derecha a izquierda se hizo una delgada película.

Se paso el porta objetos por los mecheros las veces que sean necesarias para calentar lo suficiente, en pocas palabras asta lo que tu mano resista, si no lo soportas es que tus bacterias se quemaron y si los soportas el frotis esta listo.




DESARROLLO GRAFICO



Materiales en el centro de la mesa con el campo de esterilización con los 2 mecheros prendidos, esto es antes de empezar el frotis



Se encuentran asiendo apuntes y empezando con la técnica.


Frotis ya realizado


COMPARANDO FROTIS.


CONCLUSION

Resulto más difícil de lo que pensábamos, por que era la primera vez y gracias a esto la próxima ves podremos realizar un mejor frotis ya que algunos no pudieron realizarlo en una hora y media, y que en realidad esta consta de máximo 20 minutos, pero se hizo el intento y se aprendió para cuando lo hagamos de nuevo hacerlo mejor.

practicas finales/ practica numero 4 observacion macroscopica

Practica numero 4:


Observacion macroscopica de colonias que se desarrollan en medio de cultivo.






CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLOGICO INDUSTRIAL Y DE SERVICIOS NUMERO 155
INTEGRANTES/ MESA 6
Acosta Flores Ivan Ulises
Aguila Cabrera Oscar Uriel
Castillo Villarreal Cesar Manuel
García Segura Erik Guadalupe
Ponce Sánchez Erika
Martínez Miranda Roberto
Yepiz Quezada Arturo Adrian
PRACTICA NUMERO 4
OBSERVACION MACROSCOPICA DE COLONIAS QUE SE DESARROLLAN EN MEDIO DE CULTIVO
PROFE: Víctor Manuel Alfaro López
Grupo 2L2M 08-junio-2009



INTRODUCCION
Cuando se termino el proceso de siembra se pasó a dejar a la incubadora, ahora pasadas 24 horas veremos si hubo algún crecimiento de organismos en las cajas petri con medio de cultivo que sembramos.



Objetivo
El objetivo de esta práctica fue el de reconocer los tipos de colonias observándolas a simple vista, en algunas cajas se observo crecimiento en otras no fue igual no se observo nada.
Esta práctica tuvo como objetivo la identificación de colonias como antes ya había mencionado a simple vista identificar colores, olores, formas y medidas que estas tenían.









MATERIALES
Cajas petri con medio de cultivo
Vernier o pie de rey
Torundas de algodón secas y con alcohol
Registro de las cajas petri
Mecheros de bunsen
Mesa de laboratorio con campo de esterilización






DESARROLLO
Se observaron las cajas en varias de ellas se ve el crecimiento de algunos organismos.
En la caja 1- no se presento algún organismo
En la caja 2- al parecer no se observo nada
En la caja 3- se presento una colonia de microorganismos
En la caja 4- no se presento nada
En la caja 5- se presentaron 3 colonias del mismo color
En la caja 6- no se vio nada
En la caja repetida que era la 3 no se vio nada.

Observación agar verde brillante
Tipo de siembra inverso 27-05-09 8:00 AM
Paciente: Acosta Flores Iván Ulises
Se observo en la parte superior de la caja vapor, en la parte inferior el crecimiento de microorganismos es nulo, se esperara 72 horas para el crecimiento de microorganismos.





Agar salmonella y shigella 27-05-09 8:00 AM
Tipo de siembra- kass/chocolate
Tipo de muestra- plasma sanguíneo
Paciente: Erika Ponce Sánchez
Observación: se observo en la parte superior vapor, en la parte inferior el crecimiento de microorganismos es nulo se esperara 72 horas para crecimiento



Agar con Eosina y azul de metileno 27-05-09 8:00
Tipo de siembra- esparcimiento
Tipo de muestra- sedimento de orina
Paciente: Iván Ulises Acosta Flores
Observación: en la parte superior se observo vapor y en la parte inferior pequeñas colonias de color negro


Agar con Eosina y Azul de metileno 27-05-09 8:00 AM
Tipo de siembra- esparcimiento
Tipo de muestra- sedimento de orina
Paciente: Iván Ulises Acosta Flores
Observación: en la parte superior se observa vapor con pequeños puntos, en la parte inferior el crecimiento de microorganismos es nulo, se esperaran 72 horas para el crecimiento.


Agar D. Saboraud
Tipo de siembra- D. saboraud 27-05-09 8:00AM
Tipo de muestra- Raspado interdigital
Paciente: Águila Cabrera Oscar Uriel
Observación: en la parte superior se observo vapor en la parte inferior el crecimiento es nulo, se esperar 72 horas para su crecimiento.

Agar MacConkey 27-05-09 8:00AM
Tipo de siembra- MacConkey
Tipo de muestra- agua de horchata
Paciente- aguas de don pancho
Observación: en la parte superior el vapor es nulo, en la parte inferior se observo el crecimiento de microorganismos en forma de manchas de color morado en el centro y color crema en su alrededor


Agar nutritivo 27-05-09 8:00 Am
Tipo de siembra- estriado
Tipo de muestra- interdental
Paciente: Arturo Adrian Yepiz Quezada
Observación: se observo en la parte superior vapor en la parte inferior el crecimiento es nulo, se esperara 72 horas para el crecimiento.


Imágenes de la practica








CONCLUSION
La conclusión de esta práctica fue que no importa las veces que nos lavemos los dientes, nos bañemos o lo que comamos en todas partes existen microorganismos, hasta en el agua que bebemos hay microorganismos, debemos tener cuidado con todo lo que tengamos en nuestras manos, ya que algunos microorganismos son dañinos a la salud.

practicas finales/ practica numero 3 siembra

practica numero 3 siembra





INTRODUCCION
EN ESTE TEMA DE SIEMBRA CONOCEREMOS LOS DIFERENTES TIPOS DE SIEMBRA QUE PODEMOS HACER EN UN MEDIO DE CULTIVO.





OBJETIVO
ESTA PRÁCTICA TIENE COMO OBJETIVO QUE NOSOTROS LOS ALUMNOS APRENDAMOS COMO HACER UNA SIEMBRA EN UN MEDIO DE CULTIVO HAY VARIOS TIPOS DE SIEMBRA DE LOS CUALES PODEMOS ESCOGER PARA HACER NUESTRA SIEMBRA LOS CUALES SON:
KASS, AGOTAMIENTO, TAPIZ, SEPARAMIENTO, DISPERCION, SIEMBRA DE PROFUNDIDAD, MUSTREO.




DESARROLLO


MATERIALES:
• ASA DE PLATINO
• VASO DE PRECIPITADO CON AGUA DESTILADA 15 A 20ML
• MECHERO DE BUNCEN
• CAJAS PETRI CON MEDIO DE CULTIVO ELABORADO
• PAPEL PARA CUBRIR MESA DE LABORATORIO
• MASQUEN TAPE PARA ETIQUETAR CAJA PETRI
• JERINGA DESECHABLE
• TORNIQUETE
• TORUNDAS DE ALGODÓN ALCOLIZADAS
• TUBO DE ENSAYE (TAPON ROJO)
• CENTRIFUGA
• TUBO CONICO PARA ORINA
• CUBRE Y PORTA OBJETO
• HISOPO


MUESTRAS DE PRODUCTO DE DESECHO:
• TOMA DE MUESTRA 2.5ML SANGRE FRESCA (SE DEPOSITA EN TUBO CON TAPON ROJO)
• ORINA
• MUESTRA DE CABIDAD ORAL
• AGUA PREPARADA EN LA CALLE (SABOR)
• RASPADO INTERDIGITAL CON PORTAOBJETO


PROCEDIMIENTO

CADA INTEGRANTE DEL EQUIPO AGARRO UNA CAJA PETRI DIFERENTE DE LAS 7 QUE TENIAMOS EN LA MESA DE LABORATORIO, Y EL PROFESOR DIO DIFERENTES INDICACIONES A CADA INTEGRANTE PARA HACER LA SIEMBRA SEGÚN LA MUESTRA QUE SE IVA A SEMBRAR.
LA MUESTRA DE SANGRE PRIMERO LA EXTRAIMOS DE UNO DE LOS INTEGRANTES DEL EQUIPO, AL IGUAL QUE LA MUESTRA INTERDIGITAL, CABIDAD ORAL Y LA ORINA. LA SANGRE LA DEPOSITAMOS EN EL TUBO DE ENSAYE CON TAPON ROJO Y DESPUES PUSIMOS EL TUBO EN LA CENTRIFUGA A 1500 REVOLUCIONES DURANTE 5 MIN. YA PASADOS LOS 5 MIN. PASAMOS A RETIRAR NUESTRO TUBO DE ENSAYE Y EXTRAIMOS EL PLASMA PARA HACER UNA SIEMBRA CON EL, UN INTEGRANTE DEL EQUIPO EXTRAJO LA MUESTRA DE CABIDAD ORAL AL IGUAL QUE LA MUESTRA DE INTERDIGITAL, Y OCUPAMOS LA 1RA ORINA DEL DIA DE UN INTEGRANTE DEL EQUIPO Y TAMBIEN LA DEPOSITAMOS EN LA CENTRIFUGA A 1500 REVOLUCIONES DURANTE 5 MIN.
PARA EMPEZAR A HACER NUESTRAS SIEMBRAS PRIMERO ESTERILIZAMOS UN ASA BACTEREOLOGICA, LA PASAMOS POR LA FLAMA DE LOS MECHEROS HASTA LOGRAR UN ROJO VIVO EN EL ASA, DESPUES PASAMOS EL ASA POR EL VASO DE PRECIPITADO QUE CONTENIA AGUA DESTILADA Y POR ULTIMO AGARRAMOS CADA QUIEN LA MUESTRA QUE IVA A SEMBRAR, LA MUESTRA DE CABIDAD ORAL LA OBTUVIMOS CON UN HISIPO QUE PASAMOS POR LA BOCA DE UNO DE LOS INTEGRANTES DEL EQUIPO Y LO SEMBRAMOS DIRECTAMENTE DEL HISOPO A LA CAJA PETRI CORRESPONDIENTE.
Y POR ULTIMO YA SEMBRADAS LAS MUESTRAS CERRAMOS LAS CAJAS PETRI Y LAS ETIQUETAMOS CON LOS DATOS DEL PACIENTE, LA HORA, LA MESA, EL GRUPO Y QUIEN HABIA SEMBRADO LA MUESTRA. Y AL FINAL ENTREGAMOS LAS CAJAS AL PROFESOR.




CONCLUCION
APRENDIMOS A HACER DIFERENTES SIEMBRAS EN LOS MEDIOS DE CULTIVO CORRESPONDIENTE.
TAMBIEN APRENDIMOS A USAR LA CENTRIFUGA, YA QUE LA UTILIZAMOS PARA CENTRIFUGAR LA SANGRE Y LA ORINA.

practicas finales/ practica numero 2 tecnica de esterilizacion en autoclave

Practica numero 2:
Tecnica de esterilizacion con autoclave





CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLOGICO INDUSTRIAL Y DE SERVICIOS NO. 155.
EQUIPO MESA 6/ INTEGRANTES:
Acosta Flores Iván Ulises
Águila Cabrera Óscar Uriel
Castillo Villarreal Cesar Manuel
García Segura Erik Guadalupe
Martínez Miranda Roberto
Ponce Sánchez Erika
Yepiz Quezada Arturo Adrian
OPERAR EQUIPO Y MATERILAES DE LABORATORIO CLINICO.
PROFE: Víctor Manuel Alfaro López
GRUPO: 2L2M
PRACTICA NUMERO 2: TECNICA DE ESTERILIZACION.
Tijuana B.C a 8 de junio de 2009.





Objetivo
El objetivo principal de esta práctica es la esterilización del material de laboratorio como lo son los matraces con el medio de cultivo, para que el producto no salga contaminado y así la practica salga mal, siguiendo los pasos dados nos saldrá la practica y aun mejor si usamos el autoclave.
















MATERIALES:
Matraces con medio de cultivo preparado.
Agua destilada
Autoclave
Guantes para calibrar la autoclave
Mesa de laboratorio
Cinta de esterilización















DESARROLLO
Ya terminado el medio de cultivo se paso a depositar el producto en la autoclave, junto con los demás medios de los compañeros de otros equipos.
Ya terminado ese proceso se vertió agua destilada a la autoclave hasta donde marcaba la olla para su respectivo uso.
Ya conectada la autoclave se paso a tapar la olla y así se empezó el proceso de esterilización, cuando esta llegaba a las 15 libras de presión se tenía que regular para que no pasara un accidente, para ello utilizábamos unos guantes para evitar quemaduras cuando liberábamos la válvula de presión ya que soltaba vapor a mucha presión, esto podría ocasionar accidentes por quemaduras de cierto grado.
Llegado el tiempo de esterilización que era de 20 minutos liberamos la válvula para despejar la olla y así sacar el medio de cultivo, la dejamos reposar por unos minutos para evitar quemarnos con los matraces.
Se desconecto la autoclave y pasamos a dejarla a su lugar de inicio.


















CONCLUSION.
La técnica de esterilización en esta práctica nos sirvió para mejorar el producto que en si fue el medio de cultivo, esto para que no saliera contaminado ya que antes de todo lo preparamos en un campo estéril pero aun así para que el medio saliera sin ningún tipo de contaminación debemos seguir siempre esta técnica con el debido cuidado.

practicas finales/ practica numero 1 medio de cultivo

PRÁCTICA NUMERO 1
MEDIO DE CULTIVO
AGAR SALMONELLA Y SHIGELLA







Objetivo

El objetivo de esta practica es a aprender como saber cuanto producto del medio de cultivo se vaciará a las cajas petri, además como poder utilizar los materiales de laboratorio adecuadamente y no hacer equivocaciones en las futuras practicas.








Materiales
- 2 mecheros de bunsen
- Medio de cultivo (polvo salmonella y shigella)
- Balanza Granataria
- Matraz Erlenmeyer 200ml
- Vaso de precitado
- Probeta graduada 100 ml
- Vidrio de reloj
- Torundas de algodón
- Papel secante
- Papel blanco
- Agua destilada
- Autoclave



Desarrollo
Se utilizo la regla de tres para saber la cantidad de gramos que vamos a necesitar.
Después se peso en el vidrio de reloj y se deposito directamente al matraz erlenmeyer de 250ml.

Séle depositaron 75 ml de agua destilada al matraz para 3 cajas petri con 25 ml cada una.

Se dejo reposar de acuerdo ala instrucciones del medio de cultivo, después se utilizaron guantes especiales y se paso por encima de la llama a fuego de muñeca hasta que este tuviera una ebullición.

Una vez teniendo la ebullición se dejaba reposar durante 1 minuto, se etiquetaba, se tapaba con torundas de algodón y se pasaba a la autoclave.

Técnica de esterilización:
Utilizamos la técnica de esterilización colocando el medio de cultivo en el matraz erlenmeyer en forma liquida en el autoclave, el medio de cultivo tenia un color rojo.

Durante 20 minutos el autoclave estuvo a 15 libras de presión, un compañero estuvo calibrando el autoclave para que este no pasara de las 15 libras de presión.
Una vez que quedo esterilizado el medio de cultivo en forma liquida, se retiro de la autoclave y se paso ala mesa, esta ya teniendo un campo de esterilización con 2 mecheros encendidos y un papel blanco.

Se realizo el vaciado en cajas petri poniendo en cada una 25 ml de medio de cultivo en forma liquida, una ves vaciado el contenido en las 3 cajas petri se dejo reposar manteniendo los mecheros encendidos y colocando las cajas petri sobre tapadas para que estas se hicieran en forma sólida, se etiquetaban y se ponían en el refrigerador.


Materiales de la práctica.























Conclusión
La conclusión es que todos trabajemos mas en equipo mas de lo que ya lo hacemos para así poder hacer las practicas con el tiempo indicado si ningún inconveniente i así todos puedan aprender a usar los materiales de laboratorio sin ninguna equivocación.

miércoles, 10 de junio de 2009

investigacion de salmonelosis, cuadro de enfermedad tifoidea y paratifoidea, caracteristicas coloniales de salmonella, brucella abortus, proteus

SALMONELOSIS
Es una enfermedad infectocontagiosa producida por enterobacterias del genero salmonela, comprende un conjunto de cuadros clinicos cuya principal manifestacion es la gastroenteritis aguda, una de las intoxicaciones alimentarias mas comunes causadas por agua y alimentos contaminados.
ETIOLOGIA
La salmonela es un conjunto de enfermedades producidas por el genero microbiano salmonella, no todas las especies reconocidas tienen igual potencial patogenico los principales agentes etiologicos corresponden a salmonella typhi, salmonella paratyphi, salmonella typhimurium.















CARACTERISTICAS COLONIALES

SALMONELLA
Es el agente causante de la fiebre tifoidea, se aisla en el humano en caso de pacientes portadores asintomaticos o infectados subclinicos, suelen aislarse en la vesicula o vias biliares.
















BRUCELLA ABORTUS
Es una bacteria Gram negativa que se encuentra en las poblaciones de ganado, es unparasito intracelular que causa el aborto prematuro del ganado, puede vivir en el humano.










PROTEUS
Es una bacteria Gram negativa se puede localizar en el tracto urinario, tambien en el tracto intestinal del hombre y el animal.

investigacion aglutinacion

AGLUTINACION
es un proceso natural de algunos componentes de la sangre, la aglutinacion puede afectar a globulos rojos globulos blancos y plaquetas, se produce cuando el anticuerpo presente en el plasma a antigeno transportado por estas celulas de la sangre, pero tambien puede producir con las bacterias sometidas a la accion de los anticuerpos por lo tanto, es un proceso inmunologico (antigeno-anticuerpo) y fisico (cambio de medio ambiente).

investigacion de venopuncion

VENOPUNCION
Es el proceso que se hace en la vena para extraer sangre o inyectar alguna sustancia, recoleccion de una muestra de sangre de una vena, usualmente para pruebas de laboratorio, tambien se le conoce como extraccion de sangre o flebotomia.
-forma en que se realiza la venopuncion
1.- la sangre se extrae de una vena, usualmente de la parte interior del codo o del dorso de la mano, el sitio de puncion se limpia con un antiseptico, el medico coloca una banda elastica (torniquete) alrededor de la parte superior del brazo conel fin de aplicar presion en el area y hacer que la vena se llene de sangre.
2.- luego el medico introduce suavemente una aguja en la vena y recoje la sangre en un frasco hermetico o tubo de ensaye con tapon rojo, la banda se retira del brazo.
3.- una vez que se ha recojido la muestra de sangre se retira la aguja y se cubre el sitio de puncion para detener cualquier sangrado.


3ra unidad investigacion tincion de Gram

TINCION DE GRAM
Una de las tecnicas mas utilizadas y mas importantes en microbiologia, llamada asi en honor de su inventor Crhistian gram, esta tecnica divide en dos grupos a las bacterias, Gram positivas y Gram negativas.
Esta tincion consiste en aplicar a la extension de celulas previamente fijadas las siguientes soluciones en el orden que se indica:

Violeta de cristal: Es el primer colorante de la serie Gram, el proposito de este primer paso es impartir color a todos los microorganismos en el frotis.

Yodo de Gram o yodo Lugol: Esta solucion actua como mordente, una sustancia que actua o refuerza la union entre un colorante y su sustrato.

Solucion decolorante: (Mezcla de alcohol-acetona o simplemente alcohol al 95%), se conoce como decolorante porque disuelve o arrastra fuera de las celulas el colorante primario (violeta de cristal), la decoloracion es el paso mas critico de esta tecnica pues el comportamiento de las celulas durante este proceso es responsable de la diferencia esencial entre organismos Gram positivos y Gram negativos.

Safranina de Gram: Es un colorante rojo que se aplica con el objeto de contrateñis aquellos organismos que se destiñeron con la solucion decolorante, debido a que estos se han tornado invisibles (incoloros).
De esta menra se designa: Gram negativos a cualquier organismo que tome la coloracion roja de la safranina y Gram positivos a los organismos que retienen el colorante primario (cristal violeta).